第三节　电离辐射诱发细胞死亡及机制

致细胞死亡是电离辐射确定效应发生的根本，不同来源组织细胞对电离辐射致死效应的敏感性存在一定的差异，而且不同组织细胞、不同剂量照射，细胞死亡的方式和发生机制也会有所不同。电离辐射诱发哺乳动物细胞死亡的方式有多种，如坏死（necrosis）、凋亡（apoptosis）、自噬（autophagic cell death）、有丝分裂灾变（mitotic catastrophe）、铁死亡（ferroptosis）等，其中研究最为透彻的是程序性细胞死亡（programmed cell death）即凋亡。虽然各种死亡方式的发生机制不尽相同，但也会有共同的调节分子或效应分子，或信号通路的交叉点。

有很长一段时间，在放射生物学领域中将电离辐射诱发的细胞死亡分为间期死亡（interphase death）和增殖死亡（reproductive death）两种类型，这两种类型的细胞死亡是从细胞生活周期中死亡出现的时期来划分的。间期死亡是指受照射细胞未经细胞分裂即在细胞间期发生死亡。而增殖死亡是指受照射的细胞丧失了继续增殖生长的能力，通常是细胞并不是在受照射的当代死亡，而是在经过一个或数个有丝分裂周期后丧失代谢活动和细胞功能而死亡。经典的证据是，在进行受照细胞的克隆形成分析实验中，可以看到有部分细胞可继续经历1~4次分裂后长成细小克隆，随后其后代细胞全部死亡。因此，细胞克隆实验通常在细胞接种后需要培养10天左右时间，一般是将多于50个细胞的克隆才计数为存活细胞克隆。

放射诱发细胞间期死亡可以归类三种：①相对放射敏感的组织细胞，如外周血淋巴细胞、胸腺细胞等非分裂增殖细胞或分裂能力有限的细胞，几个Gy剂量照射就可诱发细胞间期死亡；②相对放射不敏感的组织细胞，如不分裂的分化成熟的神经细胞或肌肉细胞，分裂缓慢细胞（如肝细胞），需要几十甚至上百个Gy照射；③体外培养的哺乳动物细胞，一般也需要大剂量照射才发生间期死亡。从分子机制上说，间期死亡是细胞凋亡的一个特例，实验所观察到的间期死亡的淋巴细胞中可溶性染色质的规律性降解，可能和凋亡细胞的DNA电泳的梯状带谱是一致的。

能量耗竭与代谢障碍。细胞在间期死亡过程中生化代谢发生了多方面的变化，而最显著的是能量代谢的变化。电离辐射可以引起细胞线粒体的氧化磷酸化的抑制，表现为高能磷酸键形成减少，而细胞耗氧并无明显变化。细胞核的磷酸化比线粒体更加敏感，受照射细胞的ATP合成显著减少。有学者研究观察X射线全身照射大鼠胸腺或植入不同淋巴肉瘤细胞的小鼠的脾脏线粒体氧化磷酸化和核磷酸化，发现凡是在照射后2小时核磷酸化抑制50%的细胞基本上是发生间期死亡的细胞，其线粒体氧化磷酸化只受到轻微的抑制。由于淋巴细胞的线粒体数量少，维持代谢稳定的能力差，容易发生死亡。

也有学者研究了受照细胞的糖酵解的改变。在0.18~0.7Gy这样相对低的剂量照射下，小鼠胸腺细胞发生了有氧糖酵解（Warburg效应）的增加，乳酸含量明显增加，说明细胞试图通过糖酵解作用来补充能量的损失。一定细胞糖酵解作用机制也丧失，细胞就趋向死亡。另外，乳酸的堆积会造成细胞微环境和内环境的酸化，一方面会抑制某些酶的活性，影响了细胞的其他生化代谢机制。另一方面，也可能会激活某些平时活性不高的酶如酸性DNA酶，导致生物大分子的降解，其中就包括细胞间期死亡时检测到可溶性染色质DNA降解的现象。

细胞的膜系统包括细胞质膜、核膜、线粒体等细胞器膜，保持生物膜结构的完整性和稳定性，对细胞功能调节、防御外来因素损伤发挥着重要的作用。有学者提出膜是除核DNA外的电离辐射生物效应的另一个靶分子。膜损伤是细胞间期死亡的主要机制之一。

细胞质膜的结构完整性被破坏或重要功能蛋白的结构损伤、活性改变，可能会增加膜的流动性和通透性，使离子的主动运输功能丧失，导致细胞肿胀死亡。

核膜损伤还会影响到DNA与膜的复合物的形成以及结合在复合物上的酶的活性，导致DNA合成起始过程受阻。核膜上细胞色素的丢失，会造成核磷酸化水平降低，是核内ATP缺乏的原因之一。

线粒体膜的损伤则会影响到线粒体的氧化磷酸化功能。溶酶体膜的脂质过氧化损伤，增加膜的通透性，会导致DNA酶和蛋白水解酶的溢出，损伤生物大分子。

核固缩是细胞间期死亡过程中的一个典型的形态学上的变化。早在20世纪50年代末期，就有学者首次发现受照射的小鼠脾脏中出现与正常染色质不同的、可被生理盐水提取的染色质降解的成分。此后，在受照射小鼠的多种组织中都检测到这种降解的染色质，与此同时，这些组织在照射后最初几个小时中都发生了明显的细胞间期死亡。在当时根据其化学性质，将这种降解成分称为“可溶性染色质”。很显然，这种降解成分不是游离的寡核苷酸，而是与组蛋白结合的DNA。已明确，这就是细胞凋亡中的一个特征性生化改变指标即DNA梯状带谱（DNA ladder），通过琼脂糖凝胶电泳，可显示出规律性分子量间隔的条带，其最小单位正好是一个核小体的分子长度，梯状带谱也就是核小体的整倍累加体产物。细胞内源性DNA酶的激活，是导致DNA降解的根本，其中包括镁离子依赖的核酸内切酶CAD（Caspase-activated DNase），受其抑制分子ICAD的负调节，而Caspase能降解ICAD，从而释放出CAD的活性。另有核酸内切酶GADD。还有一类酸性核酸酶，如DNase Ⅱ a、DNase Ⅱ b和L-DNase Ⅱ。

上述细胞间期死亡的机制在增殖死亡中也都发挥了相应的作用。而核DNA损伤以及由此引发的损伤反应（DNA damage response，DDR）的信号调节机制变化是细胞增殖死亡的主要的分子机制。

核DNA是电离辐射的敏感靶分子的最有力证据是来自放射性同位素掺入实验。Warters RL和Hofer KG用¹²⁵I-UdR和¹²⁵I-ConA分别掺入到细胞核DNA或结合到细胞膜上，比较两者的辐射效应。发现¹²⁵I掺入到核DNA中造成细胞死亡的D₀值=100衰变/细胞，D_q=0；而结合在膜上的¹²⁵I致细胞死亡的D₀值=12 000衰变/细胞，D_q=10 000衰变/细胞。说明直接照射DNA分子，只需要较小的剂量就能致细胞死亡，而辐照细胞膜，需要很多的剂量才能产生相应的辐射效应。

从细胞的形态病理特征和发生机制上，可将电离辐射诱发的细胞死亡划分为细胞坏死和细胞凋亡。

细胞凋亡是在基因控制下自主地、按程序进行的细胞死亡过程，是一系列生化级联反应的后果。凋亡（apoptosis）一词源于希腊文，意指像树叶一样地凋谢脱落，反映了细胞死亡后的形态学变化。凋亡有其典型的细胞形态学特征，如核固缩、染色质浓集、凋亡小体形成等。早在1842年，德国科学家Carl Vogt在研究蟾蜍蝌蚪的发育中，就观察到和首次描述了细胞凋亡的概念，即程序性死亡（programmed cell death，PCD）。1885年，德国的解剖学和生物学家Walther Flemming对程序性细胞死亡过程做了更精确的描述。直到1965年，昆士兰大学的John Kerr使用电子显微镜研究组织细胞，首次辨识出凋亡细胞的形态。

有学者将细胞凋亡与程序性细胞死亡两个名词并用表示同一含义，但也有学者认为两者还是应该有所区分，这是基于并不是所有的程序性死亡细胞都具有人们描述凋亡的特征的事实，其中细胞自噬死亡，也是一种细胞程序性死亡过程，无论是形态特征还是发生机制，都有别于凋亡。程序性死亡是一个功能性概念，起源于对动物或生物体的发育过程中细胞死亡现象的观察，描述在一个多细胞生物体中，某些细胞的死亡是个体发育中一个预定的、并受到严格程序性控制的正常生理过程的一个部分。而凋亡是一个基于形态学变化的概念，所描述的是一种有着特征性形态学变化的与坏死完全不同的细胞死亡方式。细胞凋亡是细胞对包括电离辐射在内的环境刺激因子和其他生理或病理刺激信号的反应过程，是为了保持细胞内环境稳定和平衡所进行的细胞自杀，是一个主动过程。

细胞坏死被认为是细胞的病理性被动死亡，电离辐射或某些化学损害剂及缺氧与营养不良等均导致细胞坏死。坏死细胞的膜通透性增高，致使细胞肿胀，细胞器特别是线粒体变形或肿大，坏死早期细胞核无明显形态学变化，最后细胞破裂。坏死的细胞裂解后释放出的内含物，会唤醒先天免疫系统、引起局部炎症反应。组织细胞坏死后的愈合过程中常伴随组织器官的纤维化，形成瘢痕。细胞坏死早期会出现线粒体失能的早期信号，如线粒体产生大量的活性氧（ROS）系列、线粒体肿胀、ATP耗竭、Ca²⁺稳态失衡，还有细胞器的核周聚集、多个蛋白酶特别是组织蛋白酶（cathepsins）和钙蛋白酶（calpains）激活、溶酶体破裂，最终细胞膜崩解。很显然，在某些极端的情况下，如去污剂作用、细胞冻融，细胞坏死是一个非调控的、不可逆转的过程。但是近年来的系列研究表明，某些情况下的细胞坏死可能是细胞“程序性死亡”的另一种形式，包含“程序性发生”和“程序性死亡过程”的双重意思。当细胞其他形式死亡如凋亡不能正常发生而细胞必须死亡时，坏死作为“替补”死亡方式被采用。细胞坏死可以出现在包括引发炎症反应在内的重要生理功能反应中，甚至是在机体正常的生理过程中发生，显示出程序性死亡的特点。如：发育，控制骨纵向生长的软骨细胞死亡方式；细胞膜上受体被其他生理性配体占位；细胞坏死敏感性受遗传和表观遗传因素调节；抑制某些酶或反应过程，可阻止坏死的发生；抑制Caspase可能将凋亡的死亡方式转变为坏死方式，等等。

照射细胞的死亡方式与细胞的种类及受照剂量有关。如人胃成纤维细胞受照射后很少有凋亡细胞生成，而是发生细胞坏死。人急性T淋巴细胞白血病细胞Molt-4在受照射剂量大于100Gy时表现为典型的细胞坏死。而当照射剂量减至9~30Gy时，则既有细胞坏死又有细胞凋亡。无论是小鼠和人类外周血或免疫组织淋巴细胞，照射诱发死亡的方式与照射剂量有着密切的关系，大剂量γ射线照射后免疫组织淋巴细胞凋亡率迅速升高，在6~12Gy范围内与照射剂量成正比；但照射剂量≥15Gy照射后凋亡率逐渐减少，随之而来的死亡坏死率显著增加。细胞凋亡和细胞死亡的区别扼要概括于表1-3-1。

照射后细胞凋亡的发展大致分为3个阶段，①引发阶段：亦称信号刺激阶段。在放射生物学方面，电离辐射导致DNA损伤的信号、活性氧等自由基、造成细胞膜损伤等因素都是诱发凋亡的刺激信号。造血因子和免疫因子等在体内失衡也是诱因；②早期调控阶段：不同细胞照射后发生凋亡的潜伏期长短不一，胸腺细胞仅有数分钟，精原细胞数小时，腮腺细胞在低剂量照射后可能会延迟到几个月后才发生凋亡。在此期间，发生DNA损伤信号反应、辐射诱导的凋亡相关基因表达和转录因子生成，对影响凋亡的基因、细胞因子、各种酶类或效应蛋白进行表达水平、蛋白翻译后修饰和活性调节；③执行阶段：染色质DNA和重要蛋白质降解，细胞膜结构改变，凋亡小体形成，凋亡小体被吞噬。电离辐射诱发细胞凋亡主要依赖线粒体途径进行，Bcl-2家族蛋白Bax/Bak等引起线粒体外膜通透性增加，促使线粒体内容物如细胞色素C和Smac等释放到细胞质中，导致Caspase激活和凋亡的发生。

生物体的进化过程中有很多的功能基因存在着高度保守性，因此各种模式生物被广泛应用于生理和病理机制的研究中。在线虫、果蝇、鼠和人的细胞中致死的基因和活存的基因分别在序列上有相当一部分同源，在凋亡过程中起着相同或相似的作用。细胞凋亡现象和居多机制的阐明实验是在秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）模型上进行的。秀丽隐杆线虫在胚胎发育期线虫只有1090个体细胞，其中发育过程中131个细胞死亡，有959个细胞存在于成熟个体。与死亡有关的基因共14个，其中ced-3和cde-4能引起细胞凋亡，被称为杀手基因或死亡基因。而ced-9却能抑制ced-3和ced-4阻止凋亡。被称为生存基因。

与之相对应，在哺乳动物细胞中已克隆了与ced-3家族同源的系列基因，即半胱氨酸天冬氨酸特异性蛋白酶（cysteine aspartic acid specific proteases，Caspase）基因家族。包括ced-3的同源物ICE（interleukin-1b converting enzyme）即Caspase1，能切割前体白介素-1β，转化成具有活性的IL-1β。另一个ICE成员是Apopain/CPP32或Yama的半胱氨酸蛋白酶，能催化poly（ADP-ribose）Polymerase（PARP）裂解成为“死亡底物”，结果导致细胞的凋亡。还有，与ced-4同源的Apaf基因家族，以及与ced-9与同源的Bcl-2基因家族。

Bcl-2（B cell lymphoma-2，β细胞淋巴瘤-2）是一个原癌基因，与淋巴瘤的发生有关。Bcl-2基因能抑制多种因素引起的细胞凋亡。Bcl-2蛋白附着于细细内膜结构上。转染Bcl-2基因完全可以取代线虫ced-9基因的作用。也能够调控ced-3和ced-4基因的表达。Bcl-2并不改变细胞的增殖速度，而是通过对抗多种引起细胞凋亡的因素，延长细胞寿命，促进细胞生存。

基于其保守的α螺旋Bcl-2同源结构域（BH）数量，可将Bcl-2基因家族及其相关蛋白分为三个亚组：①抗凋亡蛋白亚家族成员，或前存活（pro-survival）成员，含有全部4个BH结构域，包括Bcl-2、Bcl-XL、Mcl-1、A1/BFL-1和Bcl-W等；②促凋亡蛋白亚家族成员，包括BAX、BAK、BOK等，含有BH1、BH2、BH3多个BH结构域；③前凋亡（pro-apoptotic）亚家族成员，包括BID、BIM、BAD、NOXA、PUMA、HRK、BIK、BMF等，只含有保守型BH3结构域。通常将Bcl-2/bax的比值变化视为细胞凋亡与否的命运决定因素。

基于其保守的α螺旋Bcl-2同源结构域（BH）数量，可将Bcl-2基因家族及其相关蛋白分为三个亚组：①抗凋亡蛋白亚家族成员，或前存活（pro-survival）成员，含有全部4个BH结构域，包括Bcl-2、Bcl-XL、Mcl-1、A1/BFL-1和Bcl-W等；②促凋亡蛋白亚家族成员，包括BAX、BAK、BOK等，含有BH1、BH2、BH3多个BH结构域；③前凋亡（pro-apoptotic）亚家族成员，包括BID、BIM、BAD、NOXA、PUMA、HRK、BIK、BMF等，只含有保守型BH3结构域。通常将Bcl-2/bax的比例视为细胞凋亡与否的命运决定因素。

Bcl-2能抑制辐射引起的细胞凋亡。向辐射敏感的淋巴细胞转染Bcl-2基因能够大大增加这类细胞对电离辐射的抗性。有实验证明Bcl-2能防止膜脂质过氧化物的产生，抑制H₂O₂诱导的细胞凋亡。通过抑制Bcl-2基因可以促进细胞凋亡，甚至促其向正常细胞逆转。

Fas、APO-1和CD95为同义词，Fas属于肿瘤坏死因子受体（TNFR）家族，这个家族还包括多个神经生长因子受体（NGFR），如CD27、CD30、CD40等。Fas基因编码的跨膜蛋白在胞质区有一段60~70个氨基酸序列与TNFR同源，能介导细胞死亡，因此称为死亡结构域（death domain，DD）。APO-1抗原即因它能介导apoptosis而命名。

Fas配体（FasL）属于TNF家族。其他家族成员还有淋巴毒素、CD27、CD30和CD40的配体和TNF相关诱导凋亡配体（TNF-related apoptosis-inducting ligand，TRAIL）等。

Fas和FasL是介导细胞凋亡的一对膜蛋白。当Fas与FasL结合后可在数小时内诱发细胞凋亡。但如果Fas蛋白的死亡结构域缺失，则Fas-FasL就不起作用。

Fas系统在辐射所致的细胞凋亡中起着重要作用。射线能上调细胞内Fas基因的表达，且呈剂量依赖性，Fas/FasL也介导了辐射所致的细胞凋亡。

在细胞正常增殖调控中，c-myc具有维持细胞分裂增殖的功能。外在信号改变或DNA受损时，它就参与诱导细胞凋亡。有实验证明c-myc诱导的细胞凋亡是通过激活Fas/FasL起作用的，也有资料显示c-myc与Bcl-2之间存在相互作用，Bcl-2可抵制c-myc发出的细胞凋亡的指令，加速细胞增殖。

Ras基因的作用方式和c-myc类似，它和PKC协同促进淋巴细胞凋亡。Bcl-2的过度表达能消除Ras对凋亡的促进作用，在Jurkat细胞中活化的Ras介导了Fas-FasL引起的细胞凋亡。

p53被誉为细胞的守门者（gatekeeper），监视着细胞的生长、增殖、分化、DNA损伤和修复、细胞周期和细胞凋亡。野生型p53基因对凋亡有促进作用，而突变型p53基因则对凋亡有抑制作用。突变型p53抑制凋亡的作用方式类似于Bcl-2抑制由myc介导凋亡的作用方式。

正常的生长情况下，p53蛋白在细胞中浓度较底，半寿期较短，只有约20分钟，而且可能以无转录活性的潜伏形式（latent form）存在。当细胞处于应激状态时如电离辐射DNA损伤刺激下，p53水平增高且被磷酸化修饰后活化成为转录因子。ATM是p53的上游信号分子。已知的p53转录调节活性的重要作用底物有p21、WAFI、Cipl、Mdm-2、Gadd45、周期蛋白G、Bax和IGF-BP3等。Bax是上述Bcl-2家族的成员，IGF-BP3是胰岛素样生长因子结合蛋白-3（insulin-like growth factor binding protein-3）。这两个蛋白比其他p53活化产物更为直接地控制着细胞凋亡。

实验证明，野生型p53小鼠受到低至1Gy的辐照，其胸腺细胞和骨髓细胞即发生明显的细胞凋亡，而p53缺陷细胞在2Gy的照射剂量下仍然存活。两个p53的等位基因都发生突变细胞的辐射抗性比单个等位基因发生突变的细胞的抗凋亡能力要强得多。

Caspase是近年来发现的一组存在于胞质溶胶中的结构上相关的半胱氨酸蛋白酶，它们的一个重要共同点是特异地切割天冬氨酸残基后的肽键，其家族至少有11个成员。其中Caspase-2、Caspase-8、Caspase-9和Caspase-10参与细胞凋亡的起始调节；参与细胞凋亡执行功能的则是Caspase-3、Caspase-6和Caspase-7，其中Caspase-3和Caspase-7具有相近的底物和抑制剂特异性，它们降解PARP、DFF-45（DNA fragmentation factor-45），导致DNA修复的抑制并启动DNA的降解。而Caspase-6的底物是laminA和keratin18，它们的降解导致核纤层和细胞骨架的崩解；Caspase-1和Caspase-11，以及可能还有Caspase-4被认为不直接参与凋亡信号的转导，它们主要参与白介素前体的活化。

目前认为细胞凋亡的起始者（Caspase-2、Caspase-8、Caspase-9和Caspase-10）和执行者（Caspase-3、Caspase-6和Caspase-7）之间存在着上下游关系，即起始者活化执行者。凋亡起始者（Caspase-2、Caspase-8和Caspase-10）的活化属于同性活化（homo activation）。Caspase-8和Caspase-10含有串联重复的“死亡效应子”结构域（death effector domain，DED），而Caspase-2和Caspase-9则含有不同但类似的Caspase募集结构域（Caspase recruitment domain，CARD），这两种结构域是招募Caspase-2、Caspase-8和Caspase-10所必需的。

Survivin基因产物是细胞凋亡的重要负调节分子，可能主要通过两条途径来抑制细胞凋亡：①直接抑制凋亡效应酶Caspase-3和Caspase-7的活性来阻断各种刺激诱导的细胞凋亡过程。Survivin也可通过p21间接抑制Caspase；②与周期蛋白激酶CDK4、CDK2相互作用阻断凋亡信号转导通路。Survivin与CDK4结合，导致CDK2/cyclin-E激活和核糖体（Rb）磷酸化，Rb磷酸化后启动细胞进入周期，加快G₁/S期的转换，使pP21从Survivin-CDK4复合物中释放出来，与线粒体Pro-Caspase-3结合、抑制Caspase-3活性，阻止线粒体释放细胞色素C，抑制细胞凋亡。

Caspase家族被称为细胞凋亡的杀手蛋白酶（killer proteases），某些成员是凋亡的执行者。细胞中合成的Caspase是以无活性的酶原状态存在，经活化方能执行其功能。一般的蛋白酶活化时，只是将N-末端的肽段切除，而Caspase的活化则需在两个亚基的连接区的天冬氨酸位点进行切割，结果产生了由两个亚基组成的异二聚体，此即具有活性的酶。通常N-末端的肽在活化时也被除去，但对于Caspase-7是否去除N-末端肽对活性无影响。

应该特别注意的是Caspase的几个降解底物，如多腺苷二磷酸核糖聚合酶（poly-ADP-ribosepolymerase，PARP），DNA依赖的蛋白激酶催化亚基（DNA protein kinase catalytic subunit，DNK-PKcs）和ATM蛋白等，PARP和ATM蛋白是DNA损伤的传感器，DNA-PKcs是DNA修复所需要的。这些底物的降解对凋亡过程的进行具有重要意义。PARP的切割产物被称为凋亡的“死亡底物”。

另一些底物正好相反，被切割后才能被激活而参与细胞凋亡，如PKCθ、PKCδ、p21激活的激酶等。还有一类底物是结构蛋白，如核纤层蛋白（lamins）、肌动蛋白等，可能与凋亡时的细胞形态改变有关。

凋亡蛋白酶活化因子（apoptotic protease activating factors，Apaf）蛋白家族是ced-4的同源蛋白。在细胞质中细胞色素C与Apaf-1形成复合物，激活Caspase-9，后者再激活下游效应物Caspase（Caspase-3、Caspase-6和Caspase-7等）。这些效应物可以水解胞内多种蛋白底物，并引起细胞形态学改变。其中，Caspase-3能降解核酸酶CAD（Caspase-activated deoxyribonuclease）的抑制分子ICAD，从而活化CAD降解DNA。

参与细胞凋亡的有Ca²⁺依赖的中性蛋白酶、丝氨酸蛋白酶以及外源性的丝氨酸蛋白酶的颗粒酶（granzyme）等。其中丝氨酸蛋白酶被认为也是参与染色质蛋白降解的主要酶类。

染色质DNA的降解和电泳梯状带谱的出现是细胞凋亡的显著生化特征和标志。绝大多数凋亡细胞都有DNA降解，但也有少数并不出现电泳梯状带谱。染色质DNA片段化的机制比较复杂，是一个多酶级联反应的结果。至少包括3个方面：①核酸内切酶激活，由潜伏状态进入活性状态。目前已发现的核酸内切酶接近40种，包括上述的CAD酶。在其中还有中性二价金属离子依赖的核酸内切酶，如DNase、Nuc-I和Ca²⁺/mg²⁺依赖的核酶内切酶CMDE（Ca/Mg dependent endonuclease）。在核酸内切酶活化过程中，半胱天冬酶、丝氨酸蛋白酶、Ca²⁺/钙调素依赖的蛋白质磷酸酶PP2B（钙调磷酸酶，calcineurin）和PARP等参与其中。②核酸内切酶在细胞内和核内的重新分布。这和凋亡过程中细胞器膜结构和功能的改变有关。线虫的核酸内切酶基因是Nuc-Ⅰ，而它编码的酶类似于DNaseⅡ。过去认为DNaseⅡ是酸性酶，存在于细胞质溶酶体中，与染色质DNA降解关系不大，但从重新分布的观点和进化保守性的观点看，DNaseⅡ在凋亡中的作用值得重新考虑。③凋亡过程中染色质结构的变化。在PARP和拓扑异构酶等的协助下，染色质的环状结构被剪切，接下来是染色质核小体间的切割。从中有核酶和蛋白酶参加。

电离辐射、活性氧、环境刺激、TNF-α、生长因子的撤除、药物的作用等都可触发细胞内信号转导途径，引起凋亡。关于细胞凋亡信号途径，有将其划分为有两条途径：外源性凋亡途径和内源性凋亡途径。

外源性凋亡途径又称为死亡受体通路，是由胞外肿瘤坏死因子（TNF）超家族的死亡配体如TNFa、FasL/CD95L、TWEAK和TRAIL引发的。这些配体和相关的细胞表面死亡受体（分别是TNFR、Fas/CD95、DR3、DR4/DRS）结合，使受体三聚化（receptor clustering）并激活，三聚化的死亡受体通过其死亡结构域募集衔接蛋白如TRADD和（或）FADD。衔接蛋白通过死亡效应域（death effecter domain，DED）与Pro-Caspase-8形成复合物，称为死亡诱导信号复合物（death-inducing signaling complex，DISC）。Pro-Caspase-8具有弱的催化活性，在DISC中局部浓度升高，可发生自我切割并活化。活化的Caspase-8释放到胞质中启动Caspase的级联反应，激活下游的效应Caspase，导致细胞凋亡。激活的Caspase-8还能切割胞质中的Bid断裂称为tBid，tBid转移到线粒体中，诱导细胞色素C从线粒体释放进入胞质，从而将死亡受体通路和线粒体通路联系起来，有效地扩大了凋亡信号。

内源性凋亡途径又称为线粒体/细胞色素C介导的凋亡途径，线粒体不仅是细胞呼吸链和氧化磷酸化的场所，而且也是细胞凋亡的调控中心。凋亡蛋白Bax促使细胞色素C从线粒体释放到胞质中。释放到细胞质的细胞色素C在dATP存在的条件下能与凋亡相关因子1（Apaf-1）结合，使其形成多聚体，并促使pro-Caspase-9与其结合形成凋亡小体（apoptosome），之后激活Caspase-9，被激活的Caspase-9能激活其他的Caspase如Caspase-3等，从而诱导细胞凋亡。一般认为，电离辐射主要是通过线粒体/细胞色素C介导的途径诱发细胞凋亡。

对电离辐射的生物效应说来，DNA和膜两个辐射靶的刺激和损伤所引起的信号转导尤为重要。特别是在DNA损伤信号的刺激性，p53蛋白在电离辐射诱发哺乳动物细胞凋亡的调节中处于中心主轴位置。而转录调节因子E2F1是近年揭示的另一条不依赖p53的凋亡信号通路的上游调控分子，两者之间有着共同的调控点。E2F1与p53共享有多个下游靶基因，如前凋亡蛋白p73、Apaf-1、Caspase-3、Caspase-7和凋亡调节蛋白BIM、PUMA和Bax等。以果蝇为研究模型，表明在发育过程中或大剂量电离辐射下，通过E2F1信号途径，能诱发非p53依赖的细胞凋亡。在黑色素瘤细胞中，E2F1通过上调PUMA蛋白水平和诱导Bax从细胞质转位到线粒体诱发细胞凋亡。

PUMA（p53 upregulated modulator of apoptosis）和Noxa/PMAIP1是Bcl-2家族中的只含BH3保守结构域的亚家族成员。在电离辐射作用下，p53被上游分子ATM或DNA-PKcs活化，随即激活包括PUMA在内的一系列DNA损伤反应基因的转录活性。正常情况下，凋亡蛋白Bax与抗凋亡蛋白Bcl-2结合，活性受到抑制。PUMA通过其BH3结构域取代Bax/Bak与Bcl-2家族抗凋亡蛋白结合，从而释放Bax活性，在线粒体的外膜形成多聚孔状结构，导致线粒体功能失调，细胞色素C、SMAC和凋亡诱导因子AIF（apoptosis-inducing factor）释放到胞质，激活Caspase（图1-3-1）。

“自噬”（autophagy）一词是由比利时科学家Christian de Duve在1963年首先提出，是指一些待降解的蛋白质和细胞器等胞质成分被双层膜结构的小泡包裹，被运送至溶酶体降解的过程，自噬性降解产生的氨基酸和其他一些小分子物质可被细胞再利用或产生能量。在某种意义上，自噬是真核细胞维持稳态、实现更新的一种重要的进化保守机制，是机体生理过程、或在细胞受到死亡威胁或某些应激性反应时保持细胞存活的一种防御机制，如饥饿、清除异常聚合或错误折叠的蛋白质、生长发育、抗衰老、先天免疫反应等。

细胞自噬过程起始于在细胞内形成一种称为隔离膜（isolation membrane）或吞噬泡（phagopore）的小囊泡样结构，其与待降解的胞质成分集结在一起，通过隔离膜延伸而包裹封闭胞质成分形成一个双层膜的结构，即自噬体（autophosome）。自噬体与溶酶体直接融合形成自噬溶酶体（autopholysome），或先与内涵体融合形成自噬内涵体（amphisome）后再与溶酶体融合，包裹的胞质成分最终在溶酶体酶的作用下被降解利用。细胞自噬主要有三种形式：微自噬（microautophagy）、巨自噬（macroautophagy）和分子伴侣介导的自噬（chaperone-mediated autophagy，CMA）。

除维持生理状态下机体的稳态功能外，越来越多的研究表明自噬失调可能与肿瘤、感染、神经退行性变等疾病相关。近年来，不断有研究显示，自噬是放射损伤的重要细胞学反应之一。

电离辐射可诱发细胞自噬，但自噬在细胞放射损伤反应中的生物学意义有着截然相反的结论：存活与死亡。

有一系列的研究表明放射可诱发细胞产生保护性自噬。自噬抑制剂3-甲基腺嘌呤（3-MA）及自噬相关基因如atg3（autophagy-related3）、agt4b、Beclin1等小分子干扰RNA抑制自噬后，能显著提高放射抗拒细胞对电离辐射的敏感性。自噬有利于受照细胞的存活，其作用机制是通过自噬来降解因放射损伤导致的错误折叠或异常聚集的蛋白、受损分子或细胞器如线粒体，使这些受损的细胞成分的降解产物作为原料被循环再利用，从而有利用与维持细胞的稳态平衡和促进细胞修复。

另一方面，自噬作为Ⅱ型程序性细胞死亡机制被更多学者认可。通过抑制mTOR信号通路诱发细胞自噬，能显著提高某些细胞对电离辐射的敏感性。维生素D或其类似物，通过促发自噬能提高细胞的电离辐射敏感性。通常情况下，发生自噬死亡的细胞存在细胞凋亡机制的某种缺失，比如p53或Bax基因突变。

此外，受照射细胞通过释放外泌体（exosome），将一些可引发类似细胞放射损伤反应的蛋白、DNA、非编码RNA等递送到周围的其他细胞中，引发放射旁效应，其中就包括细胞自噬。如2Gy照射人支气管上皮BEP2D细胞外排的外泌体miR-7-5p分子显著增加，被周旁的细胞吸收后通过EGFRAKT-mTOR信号通路诱发自噬旁效应。

自噬是一个受到高度调节的细胞代谢过程，这一过程起始于ULK（unc-51-like kinase）激酶复合物的活化。ULK复合物由ULK1/2、atg13、FIP200和atg101等构成，受mTOR调节。如细胞富有营养的状况下，mTOR磷酸化ULK1/2，进而抑制自噬。营养缺失时，mTOR与ULK1/2解离，自噬激活。ULK复合物的累积和激活，导致隔离膜的形成，后续的自噬小体形成有赖于Ⅲ型磷脂酰肌醇3激酶（PI3K）即Vps34复合物。

Ⅲ型PI3K附着在隔离膜上，并进一步招募Atg3、Atg5、Atg7和LC3，允许隔离膜延伸、形成自噬小体。Beclin1-UVRAG（UV radiation resistance associated gene）和Beclin1-Ambra1复合物激活自噬。而Beclin1-Rubicon复合物抑制Ⅲ型PI3K，负调节自噬。在溶酶体膜蛋白LAMP-2和小GTPase Rab7的介导下，自噬小体或自噬囊泡与溶酶体融合，执行自噬。

值得一提的是atg5蛋白是一个交叉串联凋亡（Ⅰ型程序性细胞死亡）与自噬机制的蛋白分子。在自噬中atg5与atg12连接附着在隔离膜形成自噬小体。在细胞凋亡的过程中，33kDa的全长atg5蛋白被Calpains切割掉C端，产生一个24kDa丧失自噬活性的片段。但是这个片段会由胞质转位到线粒体中，与抗凋亡分子Bcl-xL结合后激发细胞凋亡。

近年来，还有电离辐射诱发细胞的其他形式死亡的研究报道，如有丝分裂灾变死亡（mitotic catastrophe）、焦亡（pyroptosis）又称细胞炎性坏死、铁死亡（ferroptosis）等，在特定情况下，这些形式的细胞死亡对不同类型细胞的放射敏感性产生不同的影响。